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    怎么處理植物組織培養過程中出現的各種污染

    發布時間: 2023-04-07  點擊次數: 802次

    1. 培養基的配制注意事項

    植物組織培養經常用到 MS 培養基,包含十幾種化合物。因為有些化合物相遇會發生化學反應產生沉淀,影響培養基的營養成分,準備 MS 培養基需要配制多種高倍母液。且配制母液時,尤其涉及大量元素的母液時,一定要等一種成分溶解之后,再緩慢的添加另一種成分,切記「一鍋煮」,即不能將各種化合物一齊添加進去??蛇x用MS 培養基基鹽在自行加入蔗糖和瓊脂配制 MS 培養基,既經濟,更高效。

    2. 滅菌后培養基不凝膠或者凝膠偏軟

    植物凝膠、瓊脂都對酸性條件敏感,pH 值低于 5 很難成膠或凝膠偏軟,切記高壓滅菌前調節培養基 pH 值(5.5 - 6.0)。植物凝膠對二價陽離子濃度有要求,也就是相對于 MS 培養基,1 / 2MS 培養基中植物凝膠要適當增加用量。另外滅菌后,倒出培養基前一定將培養基搖勻(帶防燙手套),因為是瓊脂密度大底層含量高,容易造成培養基強度不均勻。選擇 Coolaber 改良 MS 培養基(PM10121,pH5.8±0.2)含蔗糖和瓊脂/植物凝膠,可以省去調 pH 步驟。

    3. 水解酪蛋白有酸水解和酶水解之分,在使用過程中有無區別?

    水解酪蛋白對胚狀體、不定芽的分化有良好的促進作用,通常用量在 500 mg/L,不管是酸解還是酶解,作用都是一樣的,酶解更有利于發揮其作用。

    4. 怎么溶解組培常用植物激素?

    IAA、IBA、GA、玉米素、多效唑等應先溶解于少量 95% 的乙醇中,再加水定容配制成母液;如有結晶析出,可考慮用 1 / 10 體積的乙醇溶解后再定容;2,4 -D 易溶于堿性水溶液,可用少量 1mol/L 的 NaOH 溶液溶解后再慢慢加水定容;KT 和 6 -BA 先用少量的 HCL 溶解,再加水定容到一定的濃度。

    5. 細胞分裂素使用濃度?

    一般情況下在培養基中加入 0.1~10.0 mg/L 的細胞分裂素(6 -BA/KT/ZT),多數用 1.0~2.0 mg/L,KT 濃度為 0.5~2 mg/L,這個也要根據實驗材料來調整。細胞分裂素可以單獨使用也可以與細胞生長素配合使用。

    6. 哪些植物激素能高壓滅菌,哪些不能高壓滅菌。

    IBA、NAA、6 -BA、2,4 -D 可高溫高壓滅菌。 IAA、GA3、茉莉酸等不可高溫高壓滅菌,否則會分解失效,該類植物激素配制母液后需用 0.22 微孔濾膜過濾除菌,待培養基冷卻(50 - 60℃)后尚未凝膠前加入混勻。

    7. 培養基的 pH 值會凝膠硬度有無影響。

    有影響。若將培養基 pH 值調的過高(大于 6),則培養基偏硬,增加接種的阻力,會對外植體造成損傷。若將培養基 pH 值調的過低(小于 4.5),則培養基不能凝固,起不到固定外植體的作用。一般將培養基的 pH 調節至 5.5~6.0 為宜。

    8. 滅菌過程會否影響培養基的 pH 值?

    培養基中的蔗糖和激素在高溫滅菌過程中容易酸化,培養基 pH 值滅菌后會有所下降,滅菌前培養基的 pH 值偏低可能導致培養基不凝或偏軟。要求偏酸性的培養基可適當增加瓊脂或植物凝膠的用量。

    9. 應用 75% 的酒精進行種子消毒的過程中需要注意的問題

    種子在消毒過程中使用 75% 的酒精使用應慎重,酒精滲透力強,消毒時間過長會直接影響種子發芽率,所以建議消毒時間不應超過 1 min。

    10. 原始繁殖材料的消毒

    組培中,作為原始繁殖材料的外植體消毒,直接影響整個培養過程的進行。從室外采回來的外植體需進行消毒,首先用自來水沖洗外植體,沖洗時間可根據采集部位不同而定,一般在 5~15 分鐘即可;關鍵在于在超凈臺中進行藥劑的處理,常用的藥劑處理有 70% 的乙醇溶液、9% 的次氯酸鈉溶液、和 0.1~0.2% 的升-汞溶液,具體可根據實驗材料而定。應注意的是經升-汞滅菌的外植體必須用無菌水沖洗 6~8 次。

    11. 怎么處理植物組織培養過程中出現的各種污染?

    植物組織培養過程中的污染來源主要分為 3 種,真菌、細菌和組織培養過程中的污染源。在操作過程中,難免有菌落入培養基或植物材料上,而導致污染。另外,不正確操作也會增加污染機率。預防措施:通風,保持室內空氣干燥,紫外殺菌等。污染物品和污染培養基不要在培養室近距離開瓶洗刷。

    污染原因判斷:

    培養基污染:若污染菌類是零星分散在培養基中,則可確定是人為引起的污染。比如培養基滅菌不干凈,開瓶時間過長,滅菌后存放時間過長等; 高溫蒸汽滅菌器的溫度、壓力、時間沒有正確設置;過濾滅菌過程中濾膜孔徑選擇、過濾滅菌器的滅菌處理、過濾滅菌操作等均會影響培養基的滅菌效果。

    措施:嚴格按照實驗要求,滅菌規程操作。

    外植體污染:若污染菌類是從材料周圍長起,且發生在 5 天以后,則說明是材料帶的內生菌??赡苁墙臃N用具滅菌不干凈,接種時材料被污染;若從培養基以下開始長菌,發生時間較早,且有從里向外的趨勢,則說明是切口引起的污染,原因可能是未剪去兩個切口或者雖剪去切口但是所用器具帶菌;或者是未及時發現污染苗,接種過程中引起交叉污染;

    措施:取材時應仔細選擇,以減少污染的發生。

    操作環節污染:接種室是否清潔、干燥、密封,是否經常用紫外燈照射、甲醛熏蒸、70% 的酒精噴霧殺菌等;超凈工作臺擺放物品雜亂,長時間不換濾網,導致凈化能力降低;接種用具滅菌不干凈引起污染;操作不正確等。

    措施:每次接種前半個小時,用 20% 的新潔爾擦洗室內設備、工作臺面,再用紫外燈照射 20 min。還可以噴灑 70% 的乙醇進行消毒。除了培養基、接種材料、器具和用具保證無菌外,同時在接種時還需要嚴格進行無菌操作。

    出現污染后處理措施:

    • 真菌污染后,如果已形成孢子,則必須經高壓滅菌后扔掉;若使細菌污染,只要及時發現,將材料上部未感染菌的部分剪下轉接,材料仍可以用。

    • 用抗生素等殺菌藥劑的處理。但至今還未發現哪種抗生素能夠對各種菌都有效,并且常常也會影響植物材料的正常生長分化。另一些藥劑,雖有的殺菌效果好,但往往容易引起鹽害,也無法利用。

    12. 外植體的選擇

    為了使接種后的誘導得以成功,選擇的外植體應該是幼嫩的,處于生長旺盛時期的,而且選擇的外植體的體積不能過小,如若過小則會影響愈傷組織的形成,從而影響進一步的分化。因此,一般接種的外植體體積在 0.5~1.0 cm2 的范圍內即可。最適的為莖尖、帶芽莖段,也可以利用葉子、子葉、根段、花器官組織等。

    13. 植物莖段組織培養需要注意哪些問題

    以莖段進行組織培養比較容易,一般取植物的嫩莖切段作為外植體,切成 0.5~1 cm 長的小段進行接種,保證每個莖段有一個芽點和一片葉子,將芽點部位以下垂直插入培養基凝膠中進行生根培養。

    14. 外植體接種需要注意的操作事項

    接種前首*行滅菌消毒,接種所用的鑷子、解剖刀、剪刀等工具需要提前高溫高壓滅菌,提早 10 分鐘打開超凈工作臺,滅紫外 15~20 min,操作人員要用 75% 的酒精棉球擦手、工作臺和器皿,解剖刀和鑷子等隨時擦酒精灼燒,晾涼后備用。在無菌培養皿中或濾紙上切割外植體,接種到培養基表面,注意瓶口傾斜接近酒精燈火焰。

    15. 組織培養中材料褐化現象

    不同品種以及生理狀態引起的褐化狀態不同。培養基過高濃度的無機鹽及高水平細胞分裂素會使褐化現象加重。培養條件不當,例如光照過強、溫度過高、培養時間過長等,均可使多酚氧化酶的活性提高,從而加重外植體的褐變程度。

    防治措施:選擇合適的外植體。選擇生長處于旺盛的外植體,可以使褐變現象明顯減輕。合適的培養條件,無機鹽成分、植物生長物質水平、適宜溫度、及時繼代培養均可以減輕材料的褐變現象。使用抗氧化劑,在培養基中,使用半胱氨酸、抗壞血酸、PVP 等抗氧化劑能夠較為有效地避免或減輕很多外植體的褐變現象。另外使用 0.1%~0.5% 的活性炭對防止褐變也有較為明顯的效果。連續轉移,對容易褐變的材料可間隔 12~24 小時的培養后,再轉移到新的培養基上,這樣經過連續處理 7~10 天后,褐變現象便會得到控制或大為減輕。

    16. 材料玻璃化問題

    植物材料不斷地進行離體繁殖時,有些培養物的嫩莖、葉片往往會呈半透明狀,呈水跡狀,這種現象通常稱為玻璃化。玻璃化為試管苗的生理失調癥,試管苗生長緩慢、玻璃化的嫩莖不宜誘導生根,繁殖系數有所下降。當培養基上細胞分裂素水平較高時,容易出現玻璃化現象。愈傷組織的玻璃化問題主要表現在培養過程中愈傷組織松散,脆易碎。葉子或是長出的愈傷一段時間后在其周圍出現水漬化,繼而影響整個培養基。

    防治措施: 在培養基中添加少量聚乙烯醇、脫落酸等物質,降低培養基中細胞分裂素含量及含氮化合物的用量,選用低 NH4 +水平的 B5 培養基,都能夠在一定程度上減輕玻璃化的現象發生。增加光照,對減輕試管苗玻璃化的現象有明顯的作用;在培養基中添加活性炭、馬鈴薯汁、間本三酚等可有效的減輕和防止玻璃化。

    17. 材料水浸狀、變色、壞死、莖斷面附近干枯

    可能原因:表面殺菌劑過量,消毒時間過長,外植體選用不當(部位或時期)。

    改進措施:調換其他殺菌劑或降低濃度,縮短消毒時間,試用其他部位,生長初期取材。


    18. 材料長期培養幾乎無反應

    可能原因:培養基不適合,生長素的選擇和用量不當,植物激素對生長發育和生理過程的調節作用,往往不是某一種植物激素的單獨效果。環境溫度不適宜。

    改進措施:更換培養基或調整培養基成分,尤其是調整鹽離子濃度;調整激素的種類與配比,增加生長素用量,例如使用人工合成的生長素類似物 2,4 -D 等可有效促進細胞分裂和伸長,新器官的分化和形成;調整培養溫度等環境條件。


    19. 愈傷組織生長過旺疏松

    可能原因: 由于培養基中激素添加過量,培養室溫度偏高,礦物質等無機鹽含量不當等因素引起的。

    改進措施:根據不同的品種、不同組織、不同器官,應適當減少激素用量,適當降低培養溫度,調整無機鹽(尤其是銨鹽)含量,適當提高瓊脂用量增加培養基硬度,避免愈傷組織生長過旺和疏松現象發生。

    20. 愈傷組織生長緩慢太緊密

    可能原因:細胞分裂素和生長素的用量過多,糖濃度過高。

    改進措施:減少細胞分裂素用量,調整細胞分裂素與生長素比例,降低糖濃度。

    21. 愈傷組織分化率低,畸形,分化出的芽多為葉狀芽或叢芽,芽生長困難,不易成苗。培養時間長時,再次愈傷組織化

    可能原因:生長素用量偏高,溫度偏高。

    改進措施:減少生長素用量,可以通過分化培養時在培養基中添加 GA3(濃度在 0.5~2 mg/L 之間)解決,并適當降低愈傷組織的培養溫度。


    22. 叢生苗過于細弱,不適于生根或移栽

    可能原因:細胞分裂素濃度過高或赤霉素使用不當,產生過多的不定芽;溫度過高,光照短,光強不足;不及時的轉移和分切,生長空間小。

    改進措施:減少細胞分裂素用量,免用赤霉素;延長光照時間,增強光照;及時轉接;降低接種密度;更換透氣的封口膜等。


    23. 組織培養過程中出現黃化

    引起黃化的主要原因是培養基中 Fe 的含量不足,各種礦質營養不均衡;培養環境通氣不良,瓶內有害氣體積累(乙烯、氨氣、甲醛)等會引起植物材料黃化脫落;激素配比不當;糖用量不足或長時間不轉移;pH 值變化過大;培養溫度不適;光照不足等。

    改進措施:改善組培條件,在配制培養基過程中檢查儀器設備是否準確;降低組培苗的接種密度,及時轉接培養物;使用透氣的封口膜改善瓶內通氣狀況;適當調節 pH 值、激素配比和無機鹽濃度;控制培養室內溫度,適當增加光照。


    24. LED 光源在植物組織培養中的選擇

    光是植物生長中最重要的環境因子之一,并不是所有的光都有助于植物的光合作用。LED 光源 460nm 左右的藍光和 660nm 左右的紅光是植物最需要的光波,對植物的生長發育起著關鍵性的作用。


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